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bis 60°C) auf und gibt jeweils eines der Reagenzgläser mit der Katalase-Lösung in ein Wasserbad. ➤ Es werden einige Minuten gewartet, bis die Lösung die entsprechende Temperatur angenommen hat und gibt anschließend 2 ml der Wasserstoffperoxid-Lösung hinzu. Man sollte nun den Flüssigkeitsspiegel am Rand des Glases markieren. Durch den freiwerdenden Sauerstoff kommt es zu einer Schaumbildung auf der Lösung. Bestimme nach einiger Zeit die Höhe der Schaumkrone in den Reagenzgläsern. Die Höhe der Schaumkrone dient als Maß für die Aktivität der Katalase. 1 IP M VRGT Der intakte Enzymanteil nimmt im Zuge der Denaturierung rapide ab. Bei Lebewesen, die an hohe Temperaturen angepasst sind, sind demnach mehr Disulfidbrücken an der Stabilisierung der Tertiärstruktur von Enzymen beteiligt als bei Organismen anderer Lebensräume. 150- [Wecken Sie das Interesse Ihrer Leser mit einem passenden Zitat aus dem Dokument, oder verwenden Sie diesen Platz, um eine Kernaussage zu betonen. Um das Textfeld an einer beliebigen Stelle auf der Seite zu platzieren, ziehen Sie es einfach.] 110- 100- 30 VRGTA 160- 150- 140- 130- 120- 110- 100- 90 80 70 60 50 40 30 20 10 10 Temp 15 20 Temperatur (°C) 25 30 40 Temperatur (°C) 45 50 55 60 -100 -90 -80 -70 Steigt die Temperatur an, fängt aufgrund der erhöhten Brownschen Molekularbewegung das gesamte Enzym an zu schwingen. Ab circa 40°C beginnt die Denaturierung (strukturelle Veränderung von Biomolekülen wie Proteinen oder Desoxyribonukleinsäure, die in den meisten Fällen mit einem Verlust der biologischen Funktion dieser Moleküle verbunden ist, obgleich deren Primärstruktur unverändert bleibt) des Enzyms, indem die Bindung der Tertiärstruktur in folgender Reihe aufbrechen: 10 1. Van-der-Waals-Kräfte 2. Wasserstoffbrückenbindung 3. lonenbindung 4. Disulfidbrücken / Peptidbindungen Intakter Enzymanteil in % Umsatzgeschwindigkeit einer Reaktion in Abhängigkeit von der Temperatur. An dem Reaktionsverlauf sind keine Enzyme beteiligt Enzym katalysierte Reaktion in Abhängigkeit von der Temperatur 2 Reaktions. Geschwidghat ● V(CO₂).in.pl/s ● ● 70 61 Sättigungskurve: 53 44 35 ” 26 18 9 0 0 0 10 20 30 Bei 0°C laufen so gut wie keine chemischen Reaktionen ab Erhöht man die Temperatur auf etwa10°C wird die Substratkonzentration langsam gesteigert Bei ca. 40°C hat sie ein Maximum erreicht (da alle vorhandenen Enzymmoleküle besetzt sind Die Reaktionsgeschwindigkeit verringert sich, umso mehr die Temperatur steigt Bei 60°C findet keine Reaktion mehr statt Eine weitere Zugabe von Substrat ändert nichts Das Optimum liegt bei den meisten Enzymen zwischen 30 und 45°C Unter 10°C oder über 60°C arbeiten die meisten Enzyme nicht mehr 1 to 50 Erhöht man die Temperatur über das Optimum, werden Sekundär- und Tertiärstruktur der Proteine (Enzyme) zerstört 0,20 I Км Temperatur [°C] 0,40 0,60 0,80 1,00 1,20 1,40 1,60 1,80 2,00 c(Glucose)-in-mol Xmax 1/2-V.coax Die Enzymaktivität hängt stark von der Konzentration der Substrate ab. Allerdings ist diese Abhängigkeit nicht linear, sondern liegt in Form einer Sättigungskurve vor. Ursache hierfür ist die begrenzte Kapazität eines Enzyms. Ein Enzym-Molekül kann pro Zeiteinheit nur eine bestimmte Anzahl von Substrat-Molekülen verarbeiten (Wechselzahl). Ist die Substratkonzentration zu hoch, sind die Enzyme voll ausgelastet. Eine weitere Steigerung der Substratkonzentration hat keine Steigerung der Enzymaktivität zur Folge; der Sättigungswert ist erreicht und kann nicht überschritten werden. Reaktionsgeschwindigkeit= Umwandlung eines Substrates in Abhängigkeit zur Zeit Vmax= maximale Reaktionsgeschwindigkeit Km Wert= KMist die MICHAELIS-Konstante, also die Substratkonzentration, bei der das Enzym mit genau der halben maximalen Geschwindigkeit arbeitet. 3 Die Michaelis-Menten-Konstante ist ein Maß für die Affinität eines Enzyms zu seinem spezifischen Substrat. Ein hoher Km-Wert bedeutet eine geringe Affinität (z. B. Hexokinease) des Substrats zu seinem Enzym. Ein niedriger Wert hingegen bedeutet eine hohe Affinität (z. B. Glucakinease) und somit eine stabile Enzym-Substrat-Bindung. Hemmung von Enzymen: Eine Erhöhung des Substrates (Weingummis) führt zu einer erhöhten Hemmung Eine Verminderung des Substrates (weniger Weingummis) schwächt die bestehende Hemmung ab und somit wird die Substratkonzentration wieder erhöht ● Man kann eine Enzymaktivität simulieren und wie diese durch Inhibitoren gehemmt wird. Die Versuchsperson kann zwischen Weingummis und Smarties wählen (kann also auch mal ein Weingummi liegen lassen) ▸ Ein Enzym und die Substrate bewegen sich aufgrund der Brownschen Molekularbewegung rein zufällig Die Enzymaktivität eines allosterisch gehemmten Enzyms erreicht niemals seine maximale Reaktionsgeschwindigkeit. Änderung im Versuch: Die Versuchsperson muss parallel Kaugummis essen. Zusatzaufgaben geben z.B. zählen wenn man das Substrat gefunden hat. Wird das optimale Zusammenspiel gestört, spricht man von EnzymHemmung. Hierbei wird die Aktivität des Enzyms durch einen Inhibitor (Hemmstoff) negativ beeinflusst. Die Enzymhemmung kann reversibel (= kann rückgängig gemacht werden) oder irreversibel (= nicht rückgängig zu machen) sein. Situation: Inhibitor ist sehr ähnlich der Subtratstruktur. Beide, Substrat und Inhibitor, haben ihre Bindestelle im aktiven Zentrum. Daher können nicht beide möglichen Bindungspartner gleichzeitig an das Enzym binden! Es gibt daher drei Möglichkeiten, wie das Enzym vorliegen kann: Als freies Enzym E, als Enzym-Substrat-Komplex ES oder als Enzym-Inhibitor-Komplex El. Die Anfangssteigerung der gehemmten Enzymreaktion ist flacher, die Messung betrachtet nur umgesetztes Substrat. Da nun ein Wettbewerb zwischen ES und El besteht, aber nur ES zu einem messbaren Produkt führt, wird die Enzymreaktion langsamer. Bei steigender Substratkonzentration, verdrängt das Substrat den Inhibitor nach und nach. Die enzym- und substratspezifische Maximalgeschwindigkeit wird erreicht! ● Das Inhibitormolekül ist der Struktur des Enzymsubstrats sehr ähnlich (= Substratanalogon) Inhibitor bindet im aktiven Zentrum! Das Substratanalogon (= Inhibitor) kann vom Enzym nicht umgesetzt werden und hemmt dadurch die Enzymwirkung. 4 Substrat und Inhibitor können nicht gleichzeitig an das Enzym binden, da beide die gleiche Position im Enzym besetzen (aktives Zentrum). Ein Wettbewerb (engl. competition) zwischen dem eigentlichen Substrat und dem Inhibitor entsteht. Der Inhibitor wird durch Zugabe von hohen Mengen Substrat verdrängt! Beispiel: Die Alkohol-Dehydrogenase (ADH) baut Ethanol ab, es entsteht Pyruvat, das nun im Stoffwechsel z. B. zur Energiegewinnung verwendet werden kann. Alkohle wie z. B. Methanol binden ebenso an die ADH. Methanol wird in Formaldehyd umgewandelt, was zu Vergiftungen im Körper führt. Der kompetetive Hemmstoff Methanol wird durch Gabe von Ethanol (dem eigentlichen Substrat) verdrängt, die Vergiftung verhindert. Kompetitive Hemmung: Das Inhibitormolekül ist der Struktur des Enzymsubstrats sehr ähnlich (= Substratanalogon). => Inhibitor bindet im aktiven Zentrum! nicht kompetitive Hemmung: Der Inhibitor bindet außerhalb des aktiven Zentrum. Das aktive Zentrum ist frei für das Substrat. Betrachtet man, welche Enzymzustände es gibt, so finden sich das freie Enzym mit Inhibtor (IE) sowie das substratbesetzte Enzym mit Inhibitor (IES). Der Inhibitor bindet unabhängig vom Substrat bzw. der Substratkonzentration an das Enzym! Damit wird durch Veränderung des aktiven Zentrums durch den Einfluss des Inhibitors die Geschwindigkeit des Enzyms derart beeinflusst, dass ein neuer Maximalwert erreicht wird, der unter vmax der ungehemmten Enzymreaktion liegt. Die Steigerung der Substratkonzentration führt zum gehemmten Maximalwert, kann aber nie das ungehemmte vmax erreichen! nicht kompetitive Hemmung: Der Inhibitor bindet außerhalb des aktiven Zentrums bzw. der Substratbindestelle. Allosterische Hemmung: Durch das Binden des Inhibtiors an das allosterische Zentrum, hat sich das aktive Zentrum so verändert hat, dass das Substrat, das vorher das Enzym nach dem Schlüssel- Schloss-Prinzip binden konnte, es jetzt nicht mehr kann. Also kann keine Reaktion mehr stattfinden.